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Flavonoides y las capacidades antioxidantes del aceite de semilla de granada THF Omega-5

Resumen

La granada y la calabaza amarga son dos de las pocas frutas comestibles que contienen ácidos α-linolénicos conjugados (CLnA) en sus semillas. Los CLnA se han asociado con muchos efectos beneficiosos para la salud, como propiedades antioxidantes y antiinflamatorias. Se evaluaron muestras de aceites prensados ​​en frío de semillas de granada y calabaza amarga por sus composiciones fitoquímicas (ácidos grasos, tocoferoles y fitoesteroles), sus cualidades y sus parámetros de estabilidad. Las capacidades antioxidantes in vitro de estos aceites se evaluaron mediante ensayos de blanqueamiento con β-caroteno, eliminación de DPPH •, capacidad de absorbancia de radicales de oxígeno (ORAC) y pruebas de eliminación de ABTS •. Varias diferencias en la composición de los ácidos grasos, los compuestos bioactivos y las capacidades antioxidantes se observaron para los dos aceites de semillas (granada y calabaza amarga) cuando se evaluaron. Los mayores contenidos de fitoquímicos (ácidos α-linolénicos conjugados, β-sitosteroles, γ-tocoferoles) y las capacidades antioxidantes in vitro se encontraron en el aceite de semilla de granada, cuando se utilizaron los métodos DPPH • y ABTS •. Estos resultados han indicado que los aceites de semillas con propiedades de bioactividad pueden ser un desafío para más investigación, con el fin de abordar la absorción, los beneficios para la salud y las aplicaciones tecnológicas.

Palabras Clave

ácido punicico; ácido α-eleosteárico, fitoesteroles; tocoferoles; propiedades antioxidantes

1. Introducción

La industria alimentaria genera subproductos todos los años, mientras que al mismo tiempo, desperdicia cáscaras y semillas de frutas y verduras. Recientemente, estudios de investigación han respaldado una fuente potencial de aceite de estas semillas de desecho que muestran atributos beneficiosos y saludables, como la granada ( Punica granatum L.) y la calabaza amarga ( Momordica charantia L.). Estas semillas también han ganado mucha atención debido a su contenido de lípidos, ácidos grasos poliinsaturados (PUFA) y otros compuestos bioactivos (por ejemplo, los fitoesteroles y los tocoferoles) ( Jing et al., 2012 ; Fernandes et al., 2015 ; Aruna et al., 2016 ). Aunque casi todos los aceites de plantas contienen PUFAs en cisconformación, algunos contienen uno o más dobles enlaces en su configuración trans . Además, las propiedades fisicoquímicas, nutricionales, bioquímicas y biológicas difieren entre ellas ( Mekni et al., 2014 ).

Los hallazgos recientes sobre estos aceites se han relacionado con sus propiedades químicas y fisiológicas, aumentando así el interés en los ácidos α-linolénicos conjugados (CLnA) y sus isómeros. Los CLnA se refieren a un grupo de isómeros posicionales y geométricos de los ácidos grasos octadecatrienoicos que contienen tres dobles enlaces conjugados, mientras que algunos de ellos están en configuraciones trans ( Melo et al., 2014 ). Como resultado, el interés científico se ha vuelto cada vez más atraído, principalmente debido a sus muchos beneficios potenciales para la salud, incluidas sus actividades antioxidantes, antiinflamatorias, antiateroscleróticas, antitumorales y hipolipemiantes, tanto in vitro como in vivo ( Melo et al. ., 2014 ; Yuan et al., 2014 ;Hennessy et al., 2011 ). Además, su eficacia varía sustancialmente entre los isómeros individuales.

Las granadas ( Punica granatum L.) y las calabazas amargas ( Momordica charantia L.) se cultivan en todo el mundo, en particular, en las zonas mediterráneas ( Lucci et al., 2015 ; Saha et al., 2012 ). Estudios recientes han encontrado que el aceite de semilla de granada (PSO) y el aceite de semilla de calabaza amarga (BSO) consisten en 65% -80% de ácido púnico (PA; C18: 3-9 c , 11 t , 13 c ) ( Aruna et al., 2016 ; Parashar et al., 2010 ; Arora & Chaudhary, 2012 ) y 30% -60% de ácido α-eleosteárico (EA; C18: 3-9 c , 11 t , 13 t ) ( Aruna et al., 2016Saha y col., 2012 ; Khoddami et al., 2014 ), respectivamente, y ambos aceites comprenden cantidades de CLnA. Estructuralmente, PA y EA son PUFA de cadena larga (ω-5). La única diferencia entre EA y PA es la estructura geométrica del doble enlace. Esto se debe a que EA contiene un doble enlace trans en la posición 13, mientras que PA contiene un doble enlace cis en esta misma posición.

El creciente interés reciente en los aceites vegetales prensados ​​en frío se debe a su potencial nutricional, así como a las altas demandas de los consumidores de alimentos funcionales que contengan compuestos que promueven la salud. Una extracción mediante prensa en frío es un proceso mecánico rápido que no requiere el uso de disolventes orgánicos. Además, permite preservar las características y los numerosos compuestos valiosos que presentan propiedades antioxidantes, como los tocoferoles, los carotenoides, los esteroles y los fosfolípidos ( Khoddami et al., 2014 ; Sielicka et al., 2014 ; Prescha et al., 2014 ; al., 2014 ).

Estos potenciales antioxidantes se deben a la acción de una sustancia que es capaz de proteger los sistemas biológicos de reacciones adversas, que son causadas por el exceso de especies reactivas de oxígeno (ROS) inducidas por oxidación. Por tanto, las determinaciones de las capacidades antioxidantes se utilizan para caracterizar las propiedades promotoras de la salud de los distintos productos de origen vegetal que contienen antioxidantes naturales. Pueden reducir muchos procesos degenerativos y / o enfermedades relacionadas con el estrés oxidativo, ya sea como factor etiológico o como consecuencia de enfermedades que tienen una incidencia creciente de daño en las sociedades occidentales ( Lucci et al., 2015 ; Anjum et al. ., 2013 ; Christie et al., 2001 ).

Estudios previos con los isómeros CLnA han demostrado que juegan un papel importante en la mejora del estrés oxidativo, especialmente cuando está asociado con condiciones clínicas y enfermedades crónicas. Saha y col. (2012) han investigado las actividades antioxidantes de PA y EA en aceites vegetales. Ambos ejercieron actividades antioxidantes a bajas concentraciones, debido a sus mejores estabilidades oxidativas. Además, la calabaza amarga mostró una notable actividad antioxidante, debido a la presencia de su mayor contenido trans ( Yuan et al., 2014 ; Saha et al., 2012 ). Muchos factores variables pueden generar estas diferencias, particularmente sus orígenes y los métodos que se utilizaron para su extracción ( Fernandes et al., 2015 ;Saha y col., 2012 ; Sielicka et al., 2014 ; Prescha et al., 2014 ; Anjum et al., 2013 ).

A pesar de que existen algunos estudios sobre las actividades biológicas y antioxidantes de estos aceites de semillas, todavía existe una divergencia en los datos de la literatura. Por lo tanto, el objetivo de este estudio fue evaluar las composiciones fitoquímicas y las actividades antioxidantes in vitro de los aceites prensados ​​en frío, cuando se obtuvieron de semillas de granada y calabaza amarga, ambas conteniendo ácido α-linolénico conjugado.

2. Materiales y Métodos

2.1 Muestras y productos químicos

Los prensados en frío de aceite de semilla de granada (PSO) y aceite de semilla de calabaza amarga (BSO) se obtuvieron de Green Source Organics (Boynton Beach, EE. UU.) Y Health & Beauty Natural Oils (Santa Barbara, CA), respectivamente. Vital Âtman (Uchôa, Brasil) proporcionó una muestra de aceite de linaza (LSO), que también se obtuvo mediante prensado en frío y este aceite se utilizó para las comparaciones.

Todos los productos, a saber, los ésteres metílicos de ácidos grasos (FAME-C4: 24), los tocoferoles (α-, β-, γ-, δ-tocoferol), los fitoesteroles (campesterol, estigmasterol, β-sitosterol), 5α -colestano, β-caroteno, estándares de ácido linoleico, metóxido de sodio (NaOCH3), reactivos Tween 40, DPPH • (radical 2,2-difenil-1-picrihidrazilo), BHT (hidroxitolueno butilado), AAPH [2,2 ‘ -Diclorhidrato de azo-bis (2-amidinopropano)], la sal disódica de fluoresceína, Trolox (ácido 6-hidroxi-2,5,7,8-tetrametilcroman-2-carboxílico), TBA (ácido 2-tiobarbitúrico) y ABTS [ Sal de diamonio del 2,20-azinobis (ácido 3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico)], se adquirieron en Sigma-Aldrich (St. Louis, MO, EE. UU.). El agua ultrapura, que se preparó mediante un sistema de purificación de agua Millipore Simplicity® (Darmastadt, Alemania), se utilizó en todos los experimentos.

2.2 Composiciones químicas

2.2.1 Perfil de ácidos grasos Los ácidos grasos de los aceites se transformaron en ésteres metílicos, de acuerdo con el método de esterificación alcalina, propuesto por Christie y otros 2001 , cuando se utilizó NaOCH3 en metanol. Los extractos fueron luego inyectados en el instrumento de cromatografía de gases (Shimadzu® GC-2010), que tenía un detector de ionización de llama y una columna de sílice fundida (100 my 0,25 mm de diámetro interno / SP-2560), siguiendo el programa descrito por Baublits. et al. (2007). Las identificaciones de los ácidos grasos se basaron en una comparación de los tiempos de retención utilizando el estándar de mezcla de ésteres metílicos (C4-C24) (Sigma 18919). Los tiempos de retención de los ácidos grasos conjugados se compararon con estos estándares y se identificaron de acuerdo con lo presentado en la literatura. Los resultados se expresaron como porcentajes de los ácidos grasos totales. Los ácidos grasos que estaban presentes en las muestras se confirmaron mediante cromatografía de gases, acoplada con espectrometría de masas (GC-MS), cuando se utilizó equipo Shimadzu QP5050A. Las muestras se procesaron en una aplicación GC (columna capilar de sílice fundida Supelco SP-2560, 100 m, 0,25 mm, espesor de película de 0,2 μm) y una aplicación GC / MS (columna capilar de sílice fundida Elite-WAZ Polietilenglicol (PEG), 30 m , 0,25 mm, 0,55 μm de espesor de película). Los gradientes de temperatura fueron los siguientes: 60 ° C durante 1 min, 60 ° C – 280 ° C a intervalos de 5 ° C / min y 280 ° C durante 10 min. Las temperaturas tanto del inyector como del detector eran de 280 ° C. Se utilizó helio (flujo de columna de 1,6 ml / min) como gas portador; la relación de división fue de 16 y el tiempo del programa fue de 55 min.

2.2.2 Contenido de tocoferol Las determinaciones del contenido de tocoferol se realizaron según lo recomendado por Fernandes et al. (2015), con modificaciones menores. Se diluyó una alícuota de cada aceite con hexano; luego se filtró a través de una membrana de 0,22 µM y se inyectó en el instrumento cromatógrafo Shimadzu. El sistema de cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) constaba de un muestreador automático y un detector de fluorescencia (RF-10AXL) (excitación: 295 nm, emisión: 330 nm). Las muestras se analizaron en condiciones isocráticas en una columna Shim-pack CLC-SIL (25 cm, 4,6 mm, 5 µm, Shimadzu) a un caudal de 1,0 ml / min, con una fase móvil de hexano prefiltrada y desgasificada y alcohol isopropílico (99: 1). Las identificaciones de α-, β-, γ- y δ-tocoferol se basaron en los tiempos de retención y las cuantificaciones se realizaron mediante una estandarización externa. Los resultados se expresaron como mg de tocoferol por 100 g de aceite.

2.2.3 Contenido de fitosterol Las determinaciones de los contenidos de fitosterol se realizaron en tres pasos, según lo recomendado por Almeida (2009). Fueron los siguientes: una saponificación por calor cuando se usa KOH al 3% en un baño de agua a 50 ° C con agitación continua durante tres horas; una extracción de la fracción insaponificable en hexano (10 mL) bajo agitación vortex durante un minuto; y una cuantificación de los fitoesteroles mediante un instrumento de cromatografía de gases (GC). Este sistema consistía en un cromatógrafo Shimadzu GC-2010 que estaba equipado con una columna de poli (metilfenil) siloxano DB-5 (fenilo al 5%, 60 m, 0,25 mm) y un detector de ionización de llama. Los gradientes de temperatura fueron los siguientes: 150 ° C durante 0,1 min, 150 ° C – 300 ° C a intervalos de 10 ° C durante 1 min y 300 ° C durante 10 min. Las temperaturas del inyector y del detector fueron 250 ° C y 300 ° C, respectivamente. Se utilizó helio (1 ml / min) como gas portador y la relación de división (la cantidad de muestra que entra en la columna) fue 1:50. Las identificaciones de los picos se realizaron comparando los tiempos de retención con los de los Estándares Sigma (campesterol – C5157, estigmasterol – S6126 y β-sitosterol – S9889). Las cuantificaciones se realizaron mediante una estandarización interna, cuando se utilizó 5α-colestano (Sigma C8003). Los resultados se expresaron como mg de fitoesteroles por 100 g de aceite.

2.2.4 Contenido total de carotenoides Las determinaciones del contenido total de carotenoides se realizaron mediante un espectrofotómetro (Spectronic ™ GENESYS ™ 20, Spectronic Instruments, Rochester, EE. UU.), Cuando se utilizó hexano como disolvente a 450 nm, como describen Ribeiro et al. (2012) . Los cálculos de los niveles de carotenoides se realizaron utilizando la siguiente fórmula: carotenoides totales (mg / 100 g) = (A 450 × 100 × V) ÷ (250 × L × W), donde A 450 era el valor de absorbancia a 450 nm ; V era el volumen de disolvente; L era la longitud de la trayectoria de la luz expresada en centímetros; W fue la masa de la muestra (g); y 250 referidos a los coeficientes de extinción. Los resultados se expresaron como µg de carotenoides por gramo (µg / g) de aceite.

2.3 Capacidades antioxidantes

2.3.1 Ensayos de blanqueo de β-caroteno. Los ensayos de blanqueo de β-caroteno (una oxidación acoplada de β-caroteno / ácido linoleico) se realizaron como describen Schubert et al. (1999). Monitorearon las oxidaciones (decoloración) de las emulsiones de β-caroteno cuando usaban un espectrofotómetro. Brevemente, se mezclaron 0.2 mL de solución de β-caroteno / cloroformo (10 mg / 10 mL), 20 μL de ácido linoleico y 0.5 mL de Tween-40 (emulsionante) hasta homogeneización y luego se evaporó el cloroformo bajo N2. Posteriormente, se agregaron 50 ml de agua y la mezcla se agitó vigorosamente para producir una emulsión transparente de β-caroteno / ácido linoleico; su absorbancia a 470 nm estaba entre 0,6 y 0,7. Para determinar las actividades antioxidantes de las muestras de aceite, se mezclaron alícuotas de 5 mL de la emulsión y muestras de 2 mL del aceite, las cuales fueron diluidas en etanol (3.5 mg / 10 mL) y se mantuvieron en baño maría a 50 ° C. C. Se utilizó hidroxitolueno butilado (BHT) como patrón de referencia a las mismas concentraciones y se añadió a las muestras. Las absorbancias se leyeron a 470 nm mediante un espectrofotómetro (Spectronic ™ GENESYS ™ 20, Spectronic Instruments, Rochester, EE.UU.), cada 15 minutos durante un período de 120 minutos. Los resultados se expresaron mediante una curva de disminución de la absorbancia, con respecto al tiempo.

2.3.2 DPPH • ensayo de barrido. Los análisis de depuración de DPPH • se realizaron como lo describe Blois (1958), con algunos ajustes. Estos métodos se basaron en una disminución en la absorbancia de DPPH • (radical libre de 2,2-difenil-1-picrilhidrazilo), cuando fue reducido por un antioxidante, un donante de hidrógeno. Brevemente, las muestras de los aceites se diluyeron en n-butanol a diferentes concentraciones. A continuación, se mezcló una alícuota de 0,5 ml de cada concentración con 1,5 ml de DPPH • en butanol (3,0 mg / 200 ml), para iniciar la reacción. Después de 30 minutos, se midieron las absorbancias a 517 nm, cuando se utilizó un espectrofotómetro (Spectronic ™ GENESYS ™ 20, Spectronic Instruments, Rochester, EE. UU.). La solución de DPPH (sin las muestras) se usó como control y se usó BHT como antioxidante sintético para las comparaciones. Las actividades de eliminación de DPPH • de las muestras se expresaron de la siguiente manera: actividad de eliminación (%) = ( control Abs – Absmuestra ) ÷ Control Abs , donde el control Abs era la absorbancia del control y la muestra Abs era la absorbancia de la muestra. Los resultados se expresaron mediante una curva de porcentaje de inhibición, con respecto a las concentraciones (mg / mL). Luego se calculó la cantidad de antioxidante que se necesitaba para reducir las concentraciones de DPPH • en un 50% (CE50).

2.3.3 Ensayo de capacidad de absorbencia de radicales de oxígeno (ORAC). Los ensayos ORAC se realizaron de acuerdo con el método de Prior y colaboradores (2003), con modificaciones menores. En resumen, las muestras se disolvieron en acetona que contenía un 7% de β-ciclodextrina y se midieron las capacidades antioxidantes lipofílicas utilizando un lector multimodo Synergy H1 (Winooski, VT, EE. UU.); este era un lector de placas de fluorescencia. Se utilizó AAPH, que es un compuesto azo soluble en agua, como generador de radicales peroxilo. Se usó Trolox como antioxidante sintético, para hacer una curva estándar y se usó fluoresceína como sonda fluorescente. Los procedimientos para medir los ensayos ORAC fueron los siguientes: 25 μL de un blanco (solución de β-ciclodextrina al 7%), o un estándar Trolox, o las muestras diluidas, se mezclaron con 250 μL de fluoresceína (40 nM) y se incubaron durante 10 min a 37 ° C, antes de las inyecciones automáticas de 25 μL de la solución de AAPH (153 nM). La fluorescencia se midió cada minuto durante 50 minutos. Se utilizaron filtros de fluorescencia a una longitud de onda de excitación de 485 nm y a una longitud de onda de emisión de 520 nm. Los resultados se expresaron mediante una curva de porcentaje de inhibición, con respecto a las concentraciones (mg / mL). Luego se calculó la CE50.

2.3.4 ABTS • ensayo de barrido. Los análisis de la limpieza de ABTS • se realizaron según lo descrito por Nenadis y colaboradores (2004), con algunos ajustes. Estos métodos se basaron en una disminución de la absorbancia de ABTS • (ácido 2,20-azinobis (ácido 3-etilbenzotiazolin-6-sulfónico) sal de diamonio-radical libre), cuando fue reducido por un antioxidante, un donante de hidrógeno. Brevemente, las muestras de los aceites se diluyeron en acetona / metanol (70/30) a diferentes concentraciones. A continuación, se mezcló una alícuota de 0,5 ml de cada concentración con 1,5 ml de ABTS • en etanol (con una absorbancia inicial de 0,7), para iniciar la reacción. Después de 6 min, se midieron las absorbancias a 734 nm, cuando se utilizó un espectrofotómetro (Spectronic ™ GENESYS ™ 20, Spectronic Instruments, Rochester, EE. UU.). Se utilizó metanol como blanco y BHT como antioxidante sintético para las comparaciones. Las actividades de eliminación de ABTS • de las muestras se expresaron de la siguiente manera: actividad de eliminación (%) = (Absblanco – muestra Abs ) ÷ Abs blanco , donde Abs blanco era la absorbancia del control y Abs muestra era la absorbancia de la muestra. Los resultados se expresaron mediante una curva de porcentaje de inhibición, con respecto a las concentraciones (mg / mL). Luego se calculó la CE50.

2.4 Parámetros de calidad y estabilidad

Se evaluaron los parámetros de calidad de los aceites, como los valores de acidez (Av), los valores de peróxido (Pv) y los valores de ácido 2-tiobarbitúrico (TBAv), cuando se utilizaron los métodos clásicos, según lo descrito por la American Oil Chemists ‘Society ( 2004) . Se utilizó el ensayo Rancimat®, para evaluar la estabilidad de los aceites en relación a la autooxidación, exponiéndolos a condiciones oxidantes y midiendo el tiempo hasta que se detectaron los ácidos volátiles (tiempo de inducción de Rancimat). Las apariciones de estos ácidos se registraron en un instrumento de medida, como un aumento de la conductividad ( Méndez et al., 1996). El equipo utilizado fue un Metrohm 743 Rancimat (Metrohm Instruments, Herisau, Suiza), con control por software (1.0). Las muestras de aceite (5 g) se expusieron a una oxidación a 110 ° C (caudal de oxígeno de 20 L / h). Los tiempos de inducción (IT) se registraron automáticamente y se expresaron en horas (h).

2.5 Análisis estadístico

Los datos cuantitativos se presentan como valores medios, con los respectivos valores de desviación estándar de las tres repeticiones. Los análisis se procesaron mediante un análisis de varianza unidireccional (ANOVA), seguido de la prueba de Tukey, para determinar las diferencias significativas (p <0.05). Para las pruebas estadísticas se utilizó el software GraphPad Prism 5.0 para Windows (San Diego, CA, EE. UU.

3. Resultados y Discusión

3.1 Composiciones químicas

Los perfiles de ácidos grasos de los aceites se caracterizaron por GC ( Tabla 1 ). Se detectaron ácidos palmítico (16: 0), esteárico (18: 0), oleico (18: 1 ω ‐ 9) y linoleico (18: 2 ω ‐ 6) en todos los aceites y los niveles de PUFA (> 65% ) eran altos. Los principales ácidos grasos (> 50%) que estaban presentes en el LSO y en el PSO fueron el ácido α-linolénico (LnA; C18: 3-9 c 12 c 15 c ) y el ácido punicico (PA; C18: 3-9 c 11 t 13 c ), respectivamente. En cuanto a la BSO, tres ácidos grasos estaban presentes en cantidades similares: esteárico (C18: 0), linoleico (18: 2-9 c 12 c ) y α-eleosteárico (EA; 18: 3-9 c 11 t 13 t).

Los resultados se expresan como media ± desviación estándar (n = 3);

los valores en la misma línea con una letra diferente fueron significativamente diferentes (p <0.05);

Leyenda: GC = cromatografía de gases, MS = espectrometría de masas, [M + ] = Ion molecular, LSO = aceite de linaza, PSO = aceite de semilla de granada y BSO = aceite de semilla de calabaza amarga.

Los resultados para la LSO estuvieron de acuerdo con la literatura, que ha reportado la presencia de alrededor de 53% -60% de LnA ( Arora y Chaudhary, 2012 ; Méndez et al., 1996 ). Rosa y col. (2010) también han demostrado que LSO tenía cinco ácidos grasos principales en su composición: C16: 0 (6,45%), C18: 0 (4,35%), C18: 1 ω-9 (18,00%), C18: 2 ω-6 (12,71%) y C18: 3 ω-3 (58,47%). Para el PSO, los perfiles de ácidos grasos fueron 6,04% (saturados), 6,22% (monoinsaturados) y 87,73% (poliinsaturados), siendo el 57,28% PA. Además, en este aceite también se observaron otros ácidos grasos trieno conjugados, pero en cantidades menores ( Parashar et al., 2010 ; Arora & Chaudhary, 2012 ; Verardo et al., 2014), como también se encontró en el presente estudio. En el caso de la BSO, la EA presente estuvo por debajo de los valores reportados en la literatura (> 45%) para aquellos aceites que fueron extraídos de esta semilla por métodos físico-químicos ( Christie et al., 2001 ; Pal y Ghosh, 2012 ; Nyam y otros 2009). Sin embargo, nuestros hallazgos coincidieron con Habicht et al. (2011), quienes evaluaron los extractos de lípidos de seis variedades de calabaza amarga y encontraron que las cantidades de EA variaban marcadamente dentro de las semillas de calabaza amarga (4.75% a 65.89% de los lípidos totales; media = 26.24%). Estos autores concluyeron que en términos de las concentraciones de EA y los perfiles de ácidos grasos de las semillas de calabaza amarga, un factor de madurez era más importante que la variedad. Esto se debió a los efectos biológicos probados del aceite de calabaza amarga y su alta concentración en las semillas. Se concluyó que las semillas no deben eliminarse durante la preparación de alimentos.

Los principales ácidos grasos de los aceites fueron confirmados por GC-MS. Las diferencias en los espectros de masas entre PA y EA se pudieron observar en los patrones de fragmentación de los iones isómeros en m / z 185 y 189, respectivamente ( Figura 1 ). El espectro de masas de PA metilo estaba de acuerdo con Topkafa et al. (2015

Figura 1 Espectros de  absorción correspondientes a los valores de GC-MS de los principales ácidos grasos (C18: 3) en los aceites: LSO-9 c 12 c 15 c (a), PSO-9 c 11 t 13 c (b) y BSO -9 c 11 t 13 t (c).  

Las cantidades de los compuestos relevantes, como los tocoferoles en los aceites de semillas, a menudo se correlacionan con los niveles relativamente abundantes de ácidos grasos insaturados, lo que representa una ventaja adicional en términos de su valor nutracéutico ( Caligiani et al., 2010 ). Como los tres aceites eran ricos en ácidos grasos insaturados, se analizó su contenido de tocoferol ( Tabla 2 ). Esta tabla también presenta las composiciones de fitoesteroles, que según Mancini-Filho et al. (2015) , están presentes en todos los aceites vegetales y forman parte de la mayor parte de la fracción insaponificable. Los perfiles de fitosteroles fueron característicos de cada tipo de aceite. Figura 2 muestra las muestras y los cromatogramas estándar de los fitoesteroles y los tocoferoles.

Los resultados se expresan como media ± desviación estándar (n = 3);

los valores en la misma columna con una letra diferente fueron significativamente diferentes (p <0.05);

Leyenda: Ui = suma de los picos no identificados, LSO = aceite de linaza, PSO = aceite de semilla de granada y BSO = aceite de semilla de calabaza amarga.

Figura 2  Cromatogramas correspondientes a los fitoesteroles evaluados por GC (a) y los tocoferoles por HPLC (b) de los aceites. (Números máximos: para los fitoesteroles (1) 5 α-colestano, (2) campesterol, (3) estigmasterol, (4) β-sitosterol; para los tocoferoles (1) α-tocoferol, (2) β-tocoferol, ( 3) γ-tocoferol, (4) δ-tocoferol).  

La importancia de algunos esteroles vegetales (sitosterol, campesterol y estigmasterol) en la industria alimentaria es que pueden añadirse a productos industrializados, que tienen propiedades funcionales debido a sus efectos reductores del colesterol ( Pande & Akoh, 2009 ). La Tabla 2 muestra que el contenido de los fitoesteroles totales no difirió entre el PSO y el BSO y que el β-sitosterol se encontró en las concentraciones más altas en todos los aceites. En concreto, el BSO tuvo un contenido de β-sitosterol más alto, en comparación con el PSO, que a su vez, fue superior al del LSO y sus composiciones fueron consistentes con lo observado en la literatura ( Habicht et al. , 2011 ; Caligiani et al., 2010 ; Pande y Akoh, 2009 ).

En cuanto al contenido de vitamina E, se observó que el PSO tenía aproximadamente un 300% más de contenido de tocoferol, en comparación con el LSO y un 200% más que el BSO ( Cuadro 2 ). Todos los aceites mostraron un predominio del isómero γ-tocoferol, al que se han referido Habibnia et al. (2012) como potente antioxidante. Algunos estudios han indicado una prevalencia del isómero α-tocoferol en PSO y BSO ( Anjum et al., 2013 ; Nyam et al., 2009 ; Caligiani et al., 2010 ). Según Verardo et al. (2014), el contenido total de tocoferol de las semillas de granada de diferentes cultivares osciló entre 68 y 263 mg / 100 g de aceite, representando el γ-tocoferol del 88% al 95% del total de tocoferoles en el PSO. Jing y col. (2012)estudiaron cuatro cultivares de semillas de granada de la provincia de Shaanxi (China) y encontraron que el contenido de tocoferoles en forma de γ-tocoferol era el doble que el de α-tocoferol. También encontraron que los tocoferoles totales variaban entre 219 y 495 mg / 100 g de aceite, pero los carotenoides no se detectaron en ninguna de sus muestras. El presente estudio ha evaluado el contenido de carotenoides totales en los aceites y a diferencia del contenido total de tocoferol, el PSO (0.9 ± 0.0 μg / g) presentó un valor bajo, seguido por el LSO (8.4 ± 0.2 μg / g), con la mayor cantidad se encontró en el BSO (14,8 ± 0,3 μg / g), siendo todos ellos estadísticamente diferentes.

Según Chirinos et al. (2013) , se han atribuido numerosos beneficios para la salud a los fitoesteroles, los tocoferoles y los carotenoides. Se ha informado que los fitoesteroles reducen el colesterol en sangre y disminuyen el riesgo de ciertos tipos de cáncer. Los tocoferoles tienen propiedades de vitamina E y muestran una fuerte actividad antioxidante, lo que les confiere una protección contra la peroxidación lipídica en los tejidos biológicos y en los alimentos. Se considera que los carotenoides promueven la salud humana porque son responsables de funciones biológicas críticas.

3.2 Capacidades antioxidantes

La Figura 3 muestra los gráficos que se relacionaron con las actividades antioxidantes de los aceites por los cuatro modelos diferentes. Las tasas de reducción en la absorbancia de β-caroteno en presencia de los aceites estudiados (LSO, PSO y BSO) y el antioxidante sintético BHT, todos a una concentración de 0.35 mg / mL, se presentan en la Figura 3 a. A los 120 minutos, los porcentajes de protección antioxidante en el control (blanco) fueron 31% (LSO), 22% (PSO) y 23% (BSO), sin diferencia significativa entre ellos. Al utilizar la misma metodología, Schubert et al. (1999)reportaron un porcentaje más alto (aproximadamente 40%) para el PSO prensado en frío, que fue cercano al observado para el té verde. Los investigadores antes mencionados atribuyeron su alta actividad antioxidante tanto a las composiciones de ácidos grasos como a la presencia de flavonoides. El método de blanqueo del β-caroteno fue importante para evaluar su papel en la protección del β-caroteno de la oxidación. Esto se debió a que, en ausencia de antioxidantes, los productos de oxidación (hidroperóxidos de lípidos, dienos conjugados y subproductos volátiles) del ácido linoleico atacaron simultáneamente al β-caroteno, lo que resultó en el blanqueo de su color característico ( Hennessy et al., 2011 ). .

Figura 3  Capacidades antioxidantes por cinética de inhibición de la oxidación de β-caroteno (a), DPPH • capacidad de captación (b), capacidad de absorbancia de radicales de oxígeno – ORAC (c) y ABTS • capacidad de captación (d) de los modelos. La tabla también presenta los valores de CE50, donde SA = el antioxidante sintético (Trolox o BHT).  

A diferencia de la oxidación de β-caroteno, los resultados de depuración de DPPH • y ABTS • mostraron que el PSO tenía las mayores actividades antioxidantes, con diferencias significativas a concentraciones de 5 y 10 mg / mL y, por lo tanto, tenía una CE50 más baja (8.8 y 5,9 mg / mL, respectivamente), seguido del BSO (12 y 13 mg / mL, respectivamente) y finalmente el LSO (18 y 30 mg / mL, respectivamente). Los resultados del método DPPH • se muestran en la Figura 3 by el método ABTS • se muestra en la Figura 3 d. A una concentración de 10 mg / mL, el PSO se redujo más del 50%, tanto por la prueba DPPH • como por la prueba ABTS •. Se pensó que los efectos de los antioxidantes en los métodos DPPH y ABTS se debían a las actividades de donación de hidrógeno.

Las capacidades antioxidantes del PSO (EC50 = 22 mg / mL) fueron significativamente menores en el sistema ORAC, en comparación con los otros aceites, teniendo el BSO mayor actividad antioxidante, pero con una EC50 menor (5.9 mg / mL) ( Figura 3 c). El valor de CE50 fue la concentración inicial requerida de una muestra de antioxidante seleccionada, con el fin de apagar el 50% de los radicales libres en el sistema de reacción; por lo tanto, un valor de CE50 más bajo correspondió a una actividad antioxidante más fuerte en una muestra probada ( Saha et al., 2012 ).

La literatura contiene diferentes resultados con respecto a las actividades antioxidantes de los aceites estudiados. Según Sielicka et al. (2014) , se dejó 74% -76% de DPPH después de una incubación de 10 min con una fracción apolar de aceite de linaza, en una concentración de 400 mg / mL. En cuanto a PA y EA, los resultados de las actividades antioxidantes al utilizar el método DPPH aumentaron alrededor del 50% y 53%, respectivamente, ambos a una concentración de 250 μg / mL ( Lucci et al., 2015 ). Para los extractos de semillas de granada de Túnez (metanol), Mekni et al. (2014)mostró una capacidad para eliminar el ABTS •, que osciló entre 58% y 66%, mientras que para DPPH • osciló entre 34% y 39%. Además, estos últimos autores encontraron una correlación significativa (0.582, p <0.05) entre los métodos analíticos DPPH y ABTS, al determinar los poderes antioxidantes de las semillas de granada. Anjum [16] relacionó una fuerte actividad depuradora de DPPH • (CE50 = 144 y 157 mg / ml) para dos extractos de semillas de calabaza amarga (etanol) de Pakistán, con valores de CE50 superiores a los encontrados en el presente estudio.

Los compuestos CLnA se caracterizaron por una actividad captadora de radicales hidroxilo y por propiedades reductoras, especialmente cuando se encuentran en su forma de isómero trans ( Hennessy et al., 2011 ; Carvalho et al., 2010 ; Lucci et al., 2015 ). Según Saha et al. (2012) , debido a la alta transcontenido de ácido α-eleosteárico, posee una mayor estabilidad y actividad antioxidante. Sin embargo, en este estudio, los investigadores encontraron una mayor actividad antioxidante solo para el BSO, cuando se utilizó el método ORAC. Curiosamente, el papel de los ácidos grasos insaturados en estos procesos genera controversia, ya que diferentes autores han observado resultados opuestos en cuanto a sus efectos protectores o prooxidantes ( Mekni et al., 2014 ; Habibnia et al., 2012 ). .

Al considerar que diferentes compuestos antioxidantes pueden actuar in vivo a través de diferentes mecanismos de acción, ningún método por sí solo puede evaluar completamente las capacidades antioxidantes de los alimentos ( Lucci et al., 2015 ). Además, la literatura contiene varios ejemplos de métodos para preparar muestras, a veces eligiendo el punto final de un ensayo y luego expresando los resultados. En la literatura se describen diversas condiciones de extracción de antioxidantes, como el disolvente y las selecciones de temperatura, incluso para el mismo método. Por estas razones, es difícil comparar los resultados de estudios que se han realizado en diferentes laboratorios ( Sielicka et al., 2014 ; Chirinos et al., 2013). En consecuencia, se recomienda que los valores de capacidad antioxidante solo se comparen, cuando el método sea el mismo y de la misma manera. Se ha vuelto muy importante aplicar más de dos metodologías para evaluar estas actividades antioxidantes.

3.3 Parámetros de calidad y estabilidad

Las determinaciones que se realizan en los análisis de aceites y grasas suelen ser los denominados índices, que son la expresión de sus propiedades físicas o químicas y no los porcentajes de sus constituyentes. La Tabla 3 muestra algunos índices que se analizaron en las muestras de aceite.

Los resultados se expresan como media ± desviación estándar (n = 3);

los valores en la misma columna con una letra diferente fueron significativamente diferentes (p <0.05);

Leyenda: Av = índice de acidez, Pv = índice de peróxido (los resultados se expresan en miliequivalentes de oxígeno por kilogramo de aceite), TBAv = índice de ácido 2-tiobarbitúrico, IT = tiempos de inducción, LSO = aceite de linaza, PSO = aceite de semilla de granada y BSO = Aceite de semilla de calabaza amarga.

De acuerdo con los requisitos de calidad recomendados por la Comisión del Codex Alimentarius (1999) , los aceites prensados en frío deben tener un máximo de 4.0 mg / g de acidez y 15 mEq / kg de valores de peróxido. Los resultados para LSO y PSO estuvieron dentro de los requisitos estandarizados ( Tabla 3 ) y los valores para PSO fueron más bajos que para LSO. Khoddami y col. (2014) encontraron valores de peróxido de 4,67 mEq / kg en aceite de semilla de granada iraní extraído mediante prensado en frío. Con respecto al BSO, los valores que se obtuvieron para acidez y peróxido, difirieron significativamente de los otros dos aceites y estuvieron levemente por encima de los requerimientos recomendados. Sielicka y col. (2014)señaló que los valores de peróxido eran una de las pruebas más utilizadas para evaluar la rancidez oxidativa en aceites y grasas. Midieron las concentraciones de peróxidos e hidroperóxidos, cuando se formaron en las etapas iniciales de oxidación de lípidos.

Las sustancias reactivas del ácido tiobarbitúrico también se pueden medir como productos de la descomposición del peróxido de lípidos. Los valores de TBAR fueron los más altos para LSO, lo que puede estar asociado con su alto contenido de ácido α-linolénico (55%), debido a que la presencia de dos carbonos de metileno hace más probable la oxidación de las moléculas. Si bien los componentes principales de PSO y BSO son ácidos grasos, no contienen grupos metileno entre sus dobles enlaces.

El sistema Rancimat® mostró estabilidades oxidativas en el siguiente orden decreciente – LSO> PSO> BSO – como lo muestran los tiempos de inducción en la Tabla 3 . Por lo tanto, LSO (que es rico en ácidos grasos no conjugados) tuvo la mayor estabilidad oxidativa de los tres aceites estudiados, mientras que BSO mostró la menor estabilidad. Esto estuvo de acuerdo con los altos valores de acidez y peróxido que se encontraron. Según Habibnia et al. (2012), los períodos de inducción de los aceites que se extrajeron de diferentes variedades de semillas de granada a 110 ° C, cuando se utilizó el modelo Rancimat®, oscilaron entre 0,73 y 1,02 horas. Estos autores relataron que los períodos de inducción de los aceites estudiados fueron más cortos que los de otros aceites comestibles, debido a una alta concentración de ácido punícico. Por lo tanto, los aceites extraídos deben conservarse en un lugar seco y frío, lejos de la luz, además de almacenarse en recipientes cerrados.

Algunos autores han relatado que la presencia de CLnA puede contribuir al deterioro oxidativo de los aceites vegetales, afectando así su estabilidad ( Khoddami et al., 2014 ; Habibnia et al., 2012 ). Yang y col. (2009) compararon la estabilidad oxidativa de isómeros individuales de CLnA y de LnA, su correspondiente ácido no conjugado, oxidando ambos en aire a 50 ° C y monitoreando sus reacciones mediante cromatografía de gases y la prueba de consumo de oxígeno. Observaron que los CLnA eran más susceptibles a la autooxidación que los LnA. Entre los tres grupos de isómeros de los CLnA, los isómeros t , t , t -CLnA mostraron la mayor estabilidad, seguidos por el cisómeros , t , t -CLnA y los isómeros c , t , c -CLnA. Sin embargo, en el presente estudio, los aceites que contienen el isómero c , t , c -CLnA (PSO) presentaron una mejor estabilidad, en comparación con el isómero c , t , t -CLnA (BSO). La mayor cantidad de tocoferoles puede ser una posible explicación de esto, porque los tocoferoles se consideran los antioxidantes naturales más importantes en los aceites.

4. CONCLUSIONES

Se observaron diferencias en las composiciones de los ácidos grasos, así como diferentes compuestos bioactivos y capacidades antioxidantes diferentes en los dos aceites de semillas (granada y calabaza amarga) que se evaluaron. Se encontraron contenidos importantes de ácido α-linolénico conjugado en los aceites de semillas de granada y calabaza amarga, así como en fitoesteroles (principalmente β-sitosterol) y tocoferoles (principalmente γ-tocoferol). Todas las muestras mostraron capacidades antioxidantes variadas, según el origen de la semilla y el método utilizado para la extracción. En general, los mayores contenidos fitoquímicos y las mayores capacidades antioxidantes in vitro fueron exhibidas por el aceite de semilla de granada, cuando se utilizaron los métodos DPPH y ABTS.

Los aceites de semillas de granada y calabaza amarga, que son subproductos de su procesamiento y extracción, son fuentes importantes y alternativas de ácidos grasos poliinsaturados. Mostraron dobles enlaces conjugados y otros compuestos bioactivos. Por lo tanto, los nuevos estudios de investigación de este grupo actual se centrarán en las posibles actividades fisiológicas beneficiosas de estos aceites.

AGRADECIMIENTOS

Los autores agradecen a la Fundación de Investigaciones del Estado de São Paulo (FAPESP, Proceso 2013 / 24490-7) por financiar la investigación y al Consejo Nacional de Desarrollo Científico y Tecnológico (CNPq, Proceso 152926 / 2015-1 y 168115 / 2014-0 ), por la beca que le fue otorgada.

Aplicación práctica: Los resultados investigados de estos aceites de semillas son importantes para el desarrollo de alimentos funcionales.

REFERENCIAS

Almeida, CAS (2009). Avaliação dos principais fitosteróis em óleos vegetais e azeite (Disertación). Universidade Estadual de Campinas, Campinas.

Sociedad Estadounidense de Químicos del Aceite – AOCS. (2004). Métodos oficiales y prácticas recomendadas de la sociedad americana de químicos del petróleo (5ª ed.). Champaña: AOCS. 

Anjum, F., Shahid, M., Bukhari, SA, Anwar, S. y Latif, S. (2013). Estudio de las características de calidad y eficacia del disolvente / técnica de extracción sobre la actividad antioxidante de la semilla de calabaza amarga. Procesamiento y tecnología de alimentos , 4, 2-9. 

Arora, A. y Chaudhary, S. (2012). Fuente potencial de ácido α-eleosteárico del aceite de semilla de Momordica charantia de plantas de zonas áridas en Rajasthan, India. Revista Internacional de Ciencias Químicas Básicas y Aplicadas , 2, 59-62. 

Aruna, P., Venkataramanamma, D., Singh, AK y Singh, RP (2016). Beneficios para la salud del ácido púnico: una revisión. Revisiones integrales en ciencia alimentaria y seguridad alimentaria , 15 (1), 16-27. http://dx.doi.org/10.1111/1541-4337.12171. 

Baublits, RT, Pohlman, FW, Brown, H. Jr, Johnson, ZB, Proctor, A., Sawyer, J., Dias-Morse, P. y Galloway, DL (2007). Inyección de ácido linoleico conjugado en lomos de buey. Meat Science , 75 (1), 84-93. http://dx.doi.org/10.1016/j.meatsci.2006.07.006. PMid: 22063415. 

Blois, MS (1958). Determinación de antioxidantes mediante el uso de un radical libre estable. Nature , 181 (4617), 1199-1200. http://dx.doi.org/10.1038/1811199a0.

Caligiani, A., Bonzanini, F., Palla, G., Cirlini, M. y Bruni, R. (2010). Caracterización de un potencial ingrediente nutracéutico: fracción insaponificable de aceite de semilla de granada (Punica granatum L.). Plant Foods for Human Nutrition (Dordrecht, Países Bajos) , 65 (3), 277-283. http://dx.doi.org/10.1007/s11130-010-0173-5. PMid: 20607413.

Carvalho, EBT, Melo, ILP y Mancini-Filho, J. (2010). Aspectos químicos y fisiológicos de los isómeros de ácidos grasos conjugados. Ciencia y Tecnología de Alimentos (Campinas) , 30 (2), 295-307. http://dx.doi.org/10.1590/S0101-20612010000200002. 

Chirinos, R., Zuloeta, G., Pedreschi, R., Mignolet, E., Larondelle, Y. y Campos, D. (2013). Sacha inchi (Plukenetia volubilis): Una fuente semilla de ácidos grasos poliinsaturados, tocoferoles, fitoesteroles, compuestos fenólicos y capacidad antioxidante. Química de los alimentos , 141 (3), 1732-1739. http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.04.078. PMid: 23870885.

Christie, WW, Sébédio, JL y Juanéda, P. (2001). Una guía práctica para el análisis del ácido linoleico conjugado. Informar (Silver Spring, Maryland) , 12, 147-152. 

Comisión del Codex Alimentarius – CODEX. (1999). Codex stan 210-1999: norma del Codex para aceites vegetales nombrados . Obtenido de: http://www.codexalimentarius.org/input/download/standards/336/CXS_210e.pdf 

Fernandes, L., Pereira, JA, Lopéz-Cortés, I., Salazar, DM, Ramalhosa, E. y Casal, S. (2015). Composición de ácidos grasos, vitamina E y esteroles de aceites de semillas de nueve cultivares diferentes de granada (Punica granatum L.) cultivadas en España. Revista de composición y análisis de alimentos , 39, 13-22. http://dx.doi.org/10.1016/j.jfca.2014.11.006. 

Habibnia, M., Ghavami, M., Ansaripour, M. y Vosough, S. (2012). Evaluación química de aceites extraídos de cinco variedades diferentes de semillas de granada iraníes. Revista de Biociencias y Tecnología de Alimentos , 2, 35-49.

Habicht, SD, Kind, V., Rudloff, S., Borsch, C., Mueller, AS, Pallauf, J., Yang, R. y Krawinkel, MB (2011). Cuantificación de extractos y compuestos antidiabéticos en variedades de calabaza amarga. Química de los alimentos , 126 (1), 172-176. http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2010.10.094. 

Hennessy, A., Ross, RP, Devery, R. y Stanton, C. (2011). Las propiedades promotoras de la salud de los isómeros conjugados del ácido α-linolénico. Lípidos , 46 (2), 105-119. http://dx.doi.org/10.1007/s11745-010-3501-5. PMid: 21161605.

Jing, P., Ye, T., Shi, H., Sheng, Y., Slavin, M., Gao, B., Liu, L. y Yu, L. (2012). Propiedades antioxidantes y composición fitoquímica de las semillas de granada cultivadas en China. Química de los alimentos , 132 (3), 1457-1464. http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2011.12.002. PMid: 29243636.

Khoddami, A., Man, YBC y Roberts, TH (2014). Propiedades físico-químicas y perfil de ácidos grasos de los aceites de semillas de granada (Punica granatum L.) extraídos por prensado en frío. Revista europea de ciencia y tecnología de lípidos , 116 (5), 553-562. http://dx.doi.org/10.1002/ejlt.201300416. 

Lucci, P., Pacetti, D., Loizzo, MR y Frega, NG (2015). Punica granatum cv. Extracto etanólico de semilla de Dente di Cavallo: actividades antioxidantes y antiproliferativas. Química de los alimentos , 167, 475-483. http://dx.doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.06.123. PMid: 25149014. 

Mancini-Filho, J., Takemoto, E. y Aued-Pimentel, S. (2015). Parâmetros de identidade e qualidade de óleos e gorduras. En: LB Almeida-Muradian & MDVC Penteado (Eds.), Ciências farmacêuticas – vigilância sanitária – tópicos sobre legislação e análise de alimentos (2a ed., Cap. 6, págs. 63-82). Río de Janeiro: Guaranbara Koogan. 

Mekni, M., Dhibi, M., Kharroubi, W. y Hmida, RB (2014). Ácidos grasos trans y conjugados naturales en aceites de semillas y fitoquímicos en extractos de semillas procedentes de tres cultivares de granada tunecina (Punica granatum L.). Revista Internacional de Microbiología Actual y Ciencias Aplicadas , 3 (8), 778-792. 

Melo, ILP, Carvalho, EBT y Mancini-Filho, J. (2014). Aceite de semilla de granada ( Punica granatum L.): una fuente de ácido punícico (ácido α-linolénico conjugado). Revista de nutrición humana y ciencia de los alimentos , 2, 1-11. 

Méndez, E., Sanhueza, J., Speisky, H. y Valenzuela, A. (1996). Validación de la prueba de Rancimat para la evaluación de la estabilidad relativa de los aceites de pescado. Revista de la Sociedad Estadounidense de Químicos del Aceite , 73 (8), 1033-1037. http://dx.doi.org/10.1007/BF02523412. 

Nenadis, N., Wang, LF, Tsimidou, M. y Zhang, HY (2004). Estimación de la actividad depuradora de compuestos fenólicos mediante el ensayo ABTS • +. Revista de química agrícola y alimentaria , 52 (15), 4669-4674. http://dx.doi.org/10.1021/jf0400056. PMid: 15264898. 

Nyam, KL, Tan, CP, Lai, OM, Long, K. y Man, YBC (2009). Propiedades fisicoquímicas y compuestos bioactivos de aceites de semillas seleccionados. Lebensmittel-Wissenschaft + Technologie , 42 (8), 1396-1403. http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2009.03.006. 

Pal, M. y Ghosh, M. (2012). Estudios sobre la eficacia comparativa del ácido α-linolénico y el ácido α-eleosteárico en la prevención del estrés oxidativo inducido por mercurio orgánico en riñón e hígado de rata. Toxicología alimentaria y química , 50 (3-4), 1066-1072. http://dx.doi.org/10.1016/j.fct.2011.12.042. PMid: 22269903.

Pande, G. y Akoh, CC (2009). Capacidad antioxidante y caracterización lipídica de seis variedades de granada cultivadas en Georgia. Revista de química agrícola y alimentaria , 57 (20), 9427-9436. http://dx.doi.org/10.1021/jf901880p. PMid: 19743855.

Parashar, A., Sinha, N. y Singh, P. (2010). Contenido de lípidos y composición de ácidos grasos del aceite de semilla de veinticinco variedades de granadas cultivadas en la India. Advance Journal of Food Science and Technology , 2, 12-15.

Prescha, A., Grajzer, M., Dedyk, M. y Grajeta, H. (2014). La actividad antioxidante y la estabilidad oxidativa de los aceites prensados en frío. Revista de la Sociedad Estadounidense de Químicos del Aceite , 91 (8), 1291-1301. http://dx.doi.org/10.1007/s11746-014-2479-1. PMid: 25076788.

Prior, RL, Hoang, H., Gu, L., Wu, X., Bacchiocca, M., Howard, L., Hampsch-Woodill, M., Huang, D., Ou, B. y Jacob, R (2003). Ensayos de capacidad antioxidante hidrofílica y lipofílica (capacidad de absorbancia de radicales de oxígeno (ORACFL)) de plasma y otras muestras biológicas y alimentarias. Revista de química agrícola y alimentaria , 51 (11), 3273-3279. http://dx.doi.org/10.1021/jf0262256. PMid: 12744654.

Ribeiro, MC, Vilas Boas, EVB, Riul, TR, Pantoja, L., Marinho, HA y Santos, AS (2012). Influencia del método de extracción y tiempo de almacenamiento sobre las propiedades fisicoquímicas y niveles de carotenoides del aceite de pequi (Caryocar brasiliense Camb.). Ciencia y Tecnología de Alimentos (Campinas) , 32 (2), 386-392. http://dx.doi.org/10.1590/S0101-20612012005000053.

Rosa, DD, Ventas, RL, Moraes, LFDS, Lourenço, FC, Neves, CA, Sabarense, CM, Ribeiro, SMR y Peluzio, MDCG (2010). El aceite de linaza, oliva y pescado influye en los lípidos plasmáticos, la migración de linfocitos y la morfometría del intestino de ratas Wistar. Acta Cirurgica Brasileira , 25 (3), 275-280. http://dx.doi.org/10.1590/S0102-86502010000300010. PMid: 20498941. 

Saha, SS, Patra, M. y Ghosh, M. (2012). Estudio antioxidante in vitro de aceites vegetales que contienen isómeros del ácido linolénico conjugado. Lebensmittel-Wissenschaft + Technologie , 46 (1), 10-15. http://dx.doi.org/10.1016/j.lwt.2011.11.008. [

Schubert, SY, Lansky, EP y Neeman, I. (1999). Propiedades inhibidoras de enzimas antioxidantes y eicosanoides del aceite de semilla de granada y flavonoides de jugo fermentado. Revista de Etnofarmacología , 66 (1), 11-17. http://dx.doi.org/10.1016/S0378-8741(98)00222-0. PMid: 10432202. 

Sielicka, M., Małecka, M. y Purłan, M. (2014). Comparación de la capacidad antioxidante de compuestos solubles en lípidos en aceites prensados en frío seleccionados mediante ensayo de fotoquimioluminiscencia (PCL) y método DPPH. Revista europea de ciencia y tecnología de los lípidos , 116 (4), 388-394. http://dx.doi.org/10.1002/ejlt.201300356. 

Topkafa, M., Kara, H. y Sherazi, STH (2015). Evaluación de la composición de triglicéridos del aceite de semilla de granada por RP-HPLC seguido de GC-MS. Revista de la Sociedad Estadounidense de Químicos del Aceite , 92 (6), 791-800. http://dx.doi.org/10.1007/s11746-015-2652-1. 

Verardo, V., García-Salas, P., Baldi, E., Segura-Carretero, A., Fernandez-Gutierrez, A. y Caboni, MF (2014). Semillas de granada como fuente de aceite nutracéutico naturalmente rico en lípidos bioactivos. Food Research International , 65, 445-452. http://dx.doi.org/10.1016/j.foodres.2014.04.044.

Yang, L., Cao, Y., Chen, JN y Chen, ZY (2009). Estabilidad oxidativa de ácidos linolénicos conjugados. Revista de química agrícola y alimentaria , 57 (10), 4212-4217. http://dx.doi.org/10.1021/jf900657f. PMid: 19368396. 

Yuan, GF, Chen, X.-E. y Li, D. (2014). Ácidos linolénicos conjugados y sus bioactividades: una revisión. Alimentos y funciones , 5 (7), 1360-1368. http://dx.doi.org/10.1039/c4fo00037d. PMid: 24760201.

¿Quién debe tomar Omega-5?

El Ácido Thf Omega-5 está recomendado para todas las personas adultas debido a que es un ácido esencial para la vida y no lo produce nuestro organismo de manera natural.

¿Cómo hay que tomarlo?

Hay que tomar una única Cápsula de Thf Omega-5 al día, preferiblemente por la mañana en el desayuno